現在、私達は特に2種類のシグナル経路、１）細胞の低酸素応答を転写レベルで司る低酸素誘導型転写因子Hypoxia inducible factor（HIF）と、２）血管内皮細胞増殖因子Vascular Endothelial Growth Factor（VEGF）に特に注目して解析を行っています。HIF, VEGF関連遺伝子の組織特異的欠損マウスを用いた個体レベルでの疾患モデルでの解析と併せて、イメージングプローブを用いた低酸素領域の可視化、細胞およびマウスの低酸素飼育および細胞代謝フラックス解析などの手法を用いて研究を続けています。
マクロファージ（Mφ）などの炎症細胞は体内を循環していますが、感染や動脈硬化などの体内環境に応じて局所的に活性化あるいは不活化しています。私達は組織における酸素濃度にも炎症細胞の活性を規定する役割があるのではないかと考え、特にHIFを介する低酸素シグナルの役割に注目しました。その結果、HIF-1αが炎症惹起型（M1） Mφを活性化することを見出しました。興味深いことに、もう一つのHIFであるHIF-2αは炎症抑制型（M2）Mφに発現し、炎症を終息させることも判りました。即ち2つのHIFがそれぞれ炎症プロセスのアクセルとブレーキとして働くことで、炎症反応を調節していることを見出しました（HIFスイッチングの発見）2。その後HIFスイッチングは数多くの細胞において確認され、低酸素応答の多様性を規定する分子機構として現在では広く認められています4。特に皮膚角化細胞におけるHIFスイッチングは一酸化窒素(Nitric oxide, NO)産生制御を介して血圧を調節していることを明らかにしました。
低酸素シグナルがMφを活性化するのみならず、炎症局所への遊走を惹起していることを見出しました。遊走には細胞質におけるATPが必要です。私達はHIF-1αがピルビン酸脱水素酵素キナーゼ1（PDK1）発現を誘導する（HIF1α-PDK1経路）ことで、グルコース代謝によるATP産生部位を調節し、細胞の遊走を促進していることを同定しました5。
低酸素環境がグルコース代謝を調節することについては古くから“パスツール効果”として知られています。パスツール効果の機序として、これまでミトコンドリア活性の低下によるものと説明されてきました。私達は様々な酸素濃度環境においてミトコンドリア活性、代謝プロセスの詳細な解析を行い、ミトコンドリアではなくHIF1α-PDK1経路こそが酸素センサーの分子実態であることを見出しました。このグルコース代謝調節機構はパスツール効果における従来の学説を覆す新たな制御経路であり “Active Glycolysis” と名付けました5。その後の解析において私達はActive GlycolysisはMφのみならず、肝細胞や線維芽細胞においても酸素センサーとして働いていること、また線維芽細胞の活性化においても必須の役割を果たしている事を明らかにしました7。
これまでの知見を基に現在心臓リモデリングにおけるM1-Mφの機能解析に取り組んでいます。この過程で一部のMφ亜集団が心筋組織の線維化を抑制することを見出しており、引き続きその分子機構の解明に着手しています。またActive Glycolysisの代謝産物である乳酸(lactate)が代謝基質、Signaling metaboliteとして特異的な役割を果たしている事を見出しており、その心血管リモデリング、循環動態における役割を解析しています。併せて肺血栓塞栓症をはじめとする新たな病態モデルの作成にも積極的に取り組んでいます10。これらの研究は研究室のスタッフのみならず、学内外の数多くの先生方との共同研究により進めて参りました8,9。また科学研究費、JSTさきがけ（慢性炎症、生体恒常性）および新学術研究領域“酸素生物学”など数多くの研究サポートを頂いております。この場をお借りして心より御礼申し上げます。
1. Takeda N, Maemura K, Nagai R et al. Endothelial PAS domain protein 1 gene promotes angiogenesis through the transactivation of both vascular endothelial growth factor and its receptor, Flt-1. Circ Res. 2004;95(2):146–53.
2. Takeda N, et al. Differential activation and antagonistic function of HIF- isoforms in macrophages are essential for NO homeostasis. Genes Dev. 2010;24(5):491–501.
3. Saito T, Takeda N*, Maemura K et al. VEGF-A induces its negative regulator, soluble form of VEGFR-1, by modulating its alternative splicing. FEBS Lett. 2013;587(14):2179–85.
4. Cowburn AS, Takeda N, et al. HIF isoforms in the skin differentially regulate systemic arterial pressure. Proc Natl Acad Sci U S A. 2013;110(43):17570–5.
5. Semba H, Takeda N*, Komuro I et al. HIF-1-PDK1 axis induced active glycolysis plays an essential role in macrophage migratory capacity. Nat Commun. 2016;7:11635.
6. Krzywinska E, Takeda N, et al. Loss of HIF-1α in Natural Killer cells inhibits tumour growth by stimulating non-productive angiogenesis. Nat Commun. 2017;8:1597.
7. Goodwin J, Takeda N, et al. Targeting HIF-1α/PDK1 axis by dichloroacetate (DCA) suppresses bleomycin-induced pulmonary fibrosis.
Am J Respir Cell Mol Biol. 2018;58(2):216–231.
8. Nakagama Y, Inuzuka R, Takeda N, et al. Accelerated cardiomyocyte proliferation in the heart of a neonate with LEOPARD syndrome-associated fatal cardiomyopathy.
Circ Heart Fail. 2018;11(4):e004660.
9. Matsumoto L, Hirota Y, Takeda N, et al. HIF2α in the uterine stroma permits embryo invasion and luminal epithelium detachment. J Clin Invest. 2018;128(7):3186-3197.
10. Minatsuki S, Takeda N*, Soma K, et al. Murine model of pulmonary artery overflow vasculopathy revealed macrophage accumulation in the lung. Int Heart J. 2019 (in press).
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